Coloração de Ziehl-Neelsen: Fundação, Reagentes e Técnica

A coloração de Ziehl-Neelsen é uma técnica de coloração utilizada para identificar a presença de micobactérias, especialmente o Mycobacterium tuberculosis, causador da tuberculose. Desenvolvida por Franz Ziehl e Friedrich Neelsen em 1882, a coloração de Ziehl-Neelsen é amplamente utilizada na microbiologia clínica devido à sua simplicidade e eficácia. Os reagentes utilizados nesse método incluem o fucsina básica, álcool-acetona e azul de metileno, que conferem cores características às micobactérias, facilitando sua identificação ao microscópio. A técnica envolve a fixação da amostra, a aplicação dos reagentes em sequência e a observação das lâminas sob microscópio de luz. A coloração de Ziehl-Neelsen desempenha um papel fundamental no diagnóstico e controle da tuberculose, contribuindo para o tratamento adequado dos pacientes e prevenção da disseminação da doença.

Conheça a técnica de ziehl-neelsen utilizada para diagnóstico da tuberculose.

A coloração de Ziehl-Neelsen é uma técnica utilizada para o diagnóstico da tuberculose, uma doença infecciosa causada pela bactéria Mycobacterium tuberculosis. Esta técnica foi desenvolvida por Franz Ziehl e Friedrich Neelsen, no final do século XIX, e ainda é amplamente utilizada nos dias de hoje.

Para realizar a coloração de Ziehl-Neelsen, são necessários alguns reagentes específicos, como o fucsina básica, álcool-ácido e azul de metileno. O primeiro passo consiste na fixação do material biológico em uma lâmina de vidro, seguido pela aplicação da fucsina básica. Após a coloração, a lâmina é lavada com álcool-ácido para descorar as células não infectadas. Por fim, o azul de metileno é utilizado como contra-corante.

Esta técnica é muito eficaz na identificação da bactéria causadora da tuberculose, que se cora em vermelho brilhante devido à presença de lipídios em sua parede celular. Dessa forma, os bacilos de Koch podem ser facilmente visualizados ao microscópio óptico, facilitando o diagnóstico da doença.

Em resumo, a coloração de Ziehl-Neelsen é uma importante ferramenta no diagnóstico da tuberculose, permitindo a identificação rápida e precisa da bactéria causadora da doença. Essa técnica simples, mas eficaz, tem sido fundamental no controle e tratamento da tuberculose em todo o mundo.

Passo a passo do método de coloração de Ziehl-Neelsen para identificação de micobactérias.

O método de coloração de Ziehl-Neelsen é amplamente utilizado para identificar micobactérias, como o Mycobacterium tuberculosis, causador da tuberculose. Este método é baseado na capacidade das micobactérias de reter corantes lipossolúveis, como a fucsina básica, mesmo após a lavagem com álcool-ácido.

Para realizar a coloração de Ziehl-Neelsen, siga os passos a seguir:

1. Preparação das lâminas: Fixe o material a ser corado em uma lâmina de vidro e deixe secar completamente.

2. Fixação do material: Cubra o material fixado com fucsina básica e aqueça suavemente, sem deixar ferver, por cerca de 5 minutos.

3. Lavagem: Lave a lâmina com álcool-ácido para remover o excesso de corante, até que a solução de lavagem saia limpa.

4. Contracoloração: Cubra o material com azul de metileno por alguns segundos e lave novamente com álcool-ácido.

5. Observação: Após a lavagem final, seque a lâmina e observe ao microscópio. As micobactérias coradas aparecerão em vermelho brilhante contra um fundo azul.

Este método de coloração é essencial para a identificação de micobactérias em amostras clínicas, permitindo um diagnóstico preciso e rápido de doenças como a tuberculose. É importante seguir corretamente os passos e utilizar os reagentes adequados para garantir resultados confiáveis.

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Conheça a técnica de coloração Baar utilizada para identificar bactérias álcool-ácido resistentes.

A técnica de coloração Baar é um método utilizado para identificar bactérias álcool-ácido resistentes, como o Mycobacterium tuberculosis, responsável pela tuberculose. Esta técnica é uma variação da coloração de Ziehl-Neelsen, que consiste em corar as bactérias com o corante fucsina básica, seguido de descoloração com álcool-ácido e contra-corar com azul de metileno.

Para realizar a coloração Baar, é necessário utilizar os mesmos reagentes da coloração de Ziehl-Neelsen, como a fucsina básica, álcool-ácido e azul de metileno. A diferença está na forma como a técnica é realizada, com algumas modificações no tempo de exposição aos reagentes e na intensidade da descoloração.

Para identificar bactérias álcool-ácido resistentes, as amostras são coradas com fucsina básica por um período de tempo específico, seguido de descoloração com álcool-ácido até que as bactérias fiquem descoradas. Em seguida, as amostras são contra-coradas com azul de metileno para facilitar a visualização das bactérias.

A coloração Baar é uma técnica importante para o diagnóstico da tuberculose, pois permite identificar as bactérias resistentes ao álcool, facilitando a sua detecção em amostras clínicas. Com a utilização desta técnica, os profissionais de saúde podem agir de forma mais rápida e eficaz no tratamento dos pacientes infectados.

Importância do azul de metileno na coloração de Ziehl-Neelsen para identificação de micobactérias.

A coloração de Ziehl-Neelsen é uma técnica utilizada para identificar micobactérias, como o Mycobacterium tuberculosis, causador da tuberculose. Neste processo, o azul de metileno desempenha um papel fundamental na diferenciação das bactérias.

O azul de metileno atua como um contraste na coloração de Ziehl-Neelsen, permitindo que as micobactérias se destaquem em meio a outras estruturas celulares. Quando as bactérias são coradas com fucsina básica e submetidas a um descorante ácido, o azul de metileno é utilizado como um contraste para evidenciar a presença das micobactérias.

Além disso, o azul de metileno ajuda a fixar a cor nas bactérias, garantindo que a coloração seja duradoura e permitindo uma identificação precisa das micobactérias. Sem o azul de metileno, a coloração de Ziehl-Neelsen seria menos eficaz na diferenciação das micobactérias de outros microorganismos.

Em resumo, o azul de metileno desempenha um papel crucial na coloração de Ziehl-Neelsen, contribuindo para a identificação precisa de micobactérias e auxiliando no diagnóstico de doenças como a tuberculose.

Coloração de Ziehl-Neelsen: Fundação, Reagentes e Técnica

A coloração de Ziehl-Neelsen uma técnica de coloração para identificar microorganismos resistentes ácido-álcool (TAA). O nome desse procedimento de microbiologia refere-se a seus autores: o bacteriologista Franz Ziehl e o patologista Friedrich Neelsen.

Essa técnica é um tipo de coloração diferencial, que implica o uso de diferentes corantes para criar contraste entre as estruturas que você deseja observar, diferenciar e identificar posteriormente. A coloração de Ziehl-Neelsen serve para identificar certos tipos de microorganismos.

Coloração de Ziehl-Neelsen: Fundação, Reagentes e Técnica 1

Coloração de Ziehl-Neelsen

Alguns desses microrganismos são micobactérias (por exemplo, Mycobacterium tuberculosis ), nocardias (por exemplo, Nocardia sp.) E alguns parasitas unicelulares (por exemplo, Cryptosporidium parvum ). Muitas bactérias podem ser classificadas através de uma técnica comum chamada coloração de Gram.

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No entanto, alguns grupos bacterianos requerem outros métodos para identificá-los. Técnicas como a coloração de Ziehl-Neelsen requerem combinações de corantes com calor para fixar o primeiro na parede celular.

Depois vem um processo de clareamento que permite obter dois resultados: resistência ou sensibilidade à descoloração por ácidos e álcoois.

Fundação

A base desta técnica de coloração é baseada nas propriedades da parede celular desses microrganismos. A parede é formada por um tipo de ácidos graxos chamados ácidos micólicos; Estes são caracterizados por cadeias muito longas.

Quando os ácidos graxos têm estruturas muito longas, eles podem reter os corantes mais facilmente. Alguns gêneros de bactérias são muito difíceis de corar pela coloração de Gram, devido ao alto teor de ácidos micólicos na parede celular.

Na coloração de Ziehl-Neelsen, é utilizado o composto fenólico de carbol fucsina, um corante básico. Isso tem a capacidade de interagir com os ácidos graxos na parede celular, que é a textura cerosa à temperatura ambiente.

A coloração com carbol de fucsina é melhorada na presença de calor, porque a cera derrete e as moléculas de corante se movem mais rapidamente na parede celular.

O ácido usado posteriormente serve para descolorir as células que não foram coradas porque sua parede não estava suficientemente relacionada ao corante; Portanto, a força do alvejante ácido é capaz de remover o corante ácido. As células que resistem a essa descoloração são chamadas resistentes a ácidos.

Coloração secundária

Após a descoloração da amostra, ela é contrastada com outro corante chamado corante secundário. Geralmente, é usado o azul de metileno ou o verde de malaquita.

O corante secundário mancha o material de fundo e, consequentemente, cria contraste com as estruturas que foram tingidas na primeira etapa. Somente as células branqueadas absorvem o segundo corante (contra-coloração) e ficam com a cor, enquanto as células resistentes a ácido retêm a cor vermelha.

Esse procedimento é frequentemente usado para a identificação de Mycobacterium tuberculosis e Mycobacterium leprae , que são chamados de bacilos resistentes ao álcool ácido.

Reagentes

Corante primário

Utiliza-se 0,3% de carbol de fucsina (filtrado). Este corante é preparado a partir de uma mistura de álcoois: fenol em etanol (90%) ou metanol (95%) e nesta mistura são dissolvidos 3 gramas de fucsina básica.

Solução de branqueamento

Nesta etapa, soluções de 3% de ácido alcoólico ou 25% de ácido sulfúrico podem ser usadas.

Corante secundário (contra-corante)

O corante mais utilizado para realizar o contraste nas amostras é geralmente 0,3% de azul de metileno. No entanto, outros também podem ser usados, como 0,5% de verde malaquita.

Técnica

Procedimento de coloração ácido-rápida

Prepare um esfregaço bacteriano

Esta preparação é feita em uma lâmina limpa e seca, seguindo as precauções de esterilidade.

Secando o esfregaço

Deixe o esfregaço secar à temperatura ambiente.

Aqueça a amostra

A amostra deve ser aquecida aplicando fogo na lâmina abaixo. Uma fixação de álcool pode ser feita quando o esfregaço não foi preparado com escarro (tratado com hipoclorito de sódio para alvejá-lo) e se não for manchado imediatamente.

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O M. tuberculosis é removido com alvejante e durante o processo de coloração. A termofixação do escarro não tratado não mata o M. tuberculosis , enquanto a fixação do álcool é bactericida.

Cubra a mancha

A mancha é coberta com a solução de fucsina carbol (corante básico primário).

Aqueça a mancha

Isso é feito por 5 minutos. Você deve notar uma liberação de vapor (aproximadamente 60 ° C). É importante não superaquecer e evitar queimar a amostra.

No que diz respeito ao aquecimento da mancha, deve-se tomar muito cuidado ao aquecer o carbol de fucsina, especialmente se a coloração for realizada em uma bandeja ou outro recipiente no qual foram coletados produtos químicos altamente inflamáveis ​​da coloração anterior.

Apenas uma pequena chama deve ser aplicada sob as lâminas, usando um cotonete previamente umedecido com algumas gotas de álcool ácido, metanol ou etanol a 70%. Evite usar um cotonete grande embebido em etanol, pois é um risco de incêndio.

Lave a mancha

Esta lavagem deve ser feita com água limpa. Se a água da torneira não estiver limpa, lave o esfregaço com água filtrada ou destilada, de preferência.

Cubra o esfregaço com álcool ácido

Este álcool ácido deve ser de 3%. A cobertura é realizada por 5 minutos ou até que a mancha fique suficientemente descolorida, ou seja, rosa pálido.

Lembre-se de que o álcool ácido é inflamável; Portanto, deve ser usado com muito cuidado. Evite estar perto de fontes de ignição.

Lave a mancha

A lavagem deve ser feita com água limpa e destilada.

Cubra a mancha com tinta

Pode ser corante verde malaquita (0,5%) ou azul de metileno (0,3%) por 1 ou 2 minutos, usando o maior tempo se o esfregaço for fino.

Lave a mancha

Novamente, água limpa (destilada) deve ser usada.

Drenar

A parte de trás da lâmina deve ser limpa e a mancha colocada em uma prateleira de drenagem, para que ela seque no ar (não use papel absorvente para secar).

Examine o esfregaço ao microscópio

O objetivo 100X e o óleo de imersão devem ser usados. Digitalize o esfregaço sistematicamente e anote as observações relevantes.

Interpretar os resultados

Teoricamente, os microorganismos que colorem uma cor avermelhada são considerados ácidos resistentes ao álcool (AAR +) positivos.

Pelo contrário, se os microrganismos estiverem manchados de azul ou verde, dependendo do corante usado como contra-corante, eles serão considerados ácidos negativos resistentes ao álcool (AAR-).

Referências

  1. Apurba, S. & Sandhya, B. (2016). Essentials of Practical Microbiology (1ª ed.). Editores médicos dos irmãos Jaypee.
  2. Bauman, R. (2014). Microbiology with Diseases by Body System (4ª ed.). Pearson Education, Inc. Empresas
  3. Heritage, J., Evans, E. & Killington, A. (1996). Microbiologia Introdutória (1ª ed.). Cambridge University Press.
  4. Morello, J., Granato, P. Wilson, M. & Morton, V. (2006). Manual e Manual de Laboratório em Microbiologia: Aplicações ao Atendimento ao Paciente (11ª ed.). Educação McGraw-Hill.
  5. Vasanthakumari, R. (2007). Textbook of Microbiology (1ª ed.). Publicações de BI PVT.

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